J.f. Imhoff, H.g. Trueper, Purple Non-Sulfur Bacteria (Rhodospirillaceae Pfening And Trueper 197,

thể này để phân hủy sinh học dầu nổi từ sự cố tràn dầu [171]. Liang và cộng sự (2009) đã chứng minh rằng màng sinh học vi khuẩn hình thành trên than hoạt tính và sỏi nhẹ làm tăng sự phân hủy của các thành phần dầu thô sau 33 ngày nuôi cấy với 800 g đất ô nhiễm dầu thô. Kết quả các thí nghiệm bổ sung vi khuẩn sống tự do và vi khuẩn cố định trên giá thể than hoạt tính vào đất bị ô nhiễm dầu thô cho thấy giá thể than hoạt tính tăng cường sự phân hủy sinh học của dầu thô, cụ thể: màng sinh học vi khuẩn trên giá thể than hoạt tính có hiệu suất phân hủy cao nhất 48,89%, trong khi đó hiệu suất phân hủy tự nhiên là 13,0%, kích thích sinh học (chỉ bổ sung chất dinh dưỡng) phân hủy 26,3%, và vi khuẩn sống tự do phân hủy 37,4% [151]. Trong nghiên cứu quy mô phòng thí nghiệm, Gentili và cộng sự đã kiểm tra tiềm năng của các mảnh chitin và chitosan thu được từ chất thải của tôm làm giá thể cho vi khuẩn phân hủy hydrocarbon trong dầu thô. Đánh giá khả năng khử nhiễm vảy, điều kiện cố định và sự sống sót của dòng vi khuẩn trong các nhiệt độ khác nhau. Tiềm năng của chủng vi khuẩn phân hủy hydrocarbon cố định để xử lý sinh học nước biển ô nhiễm dầu thô đã được thử nghiệm trong mô hình thu nhỏ. Sau 15 ngày, hiệu quả phân hủy dầu thô bởi chế phẩm cố định vi khuẩn trên giá thể chitin là thành công nhất [174].

Nopcharoenkul và cộng sự đã phân lập được chủng Pseudoxanthomonas sp. RN402 có khả năng phân hủy dầu diesel, dầu thô, n-tetradecane và n-hexadecane. Các tế bào RN402 được cố định trên bề mặt của hạt nhựa polyetylene. Các tế bào cố định cho thấy hiệu quả loại bỏ dầu diesel cao hơn các tế bào tự do. Hơn nữa, các tế bào cố định có thể duy trì hiệu quả và khả năng tồn tại cao trong suốt 70 chu kỳ xử lý sinh học đối với nước nhiễm diesel. Sự ổn định của sự phân hủy dầu diesel trong các tế bào cố định là do khả năng của các tế bào RN402 sống bám vào bề mặt vật liệu bằng cách hình thành màng sinh học. Những đặc điểm của các tế bào RN402 cố định, bao gồm hiệu quả phân hủy cao, ổn định phù hợp cho mục đích xử lý sinh học nước thải liên tục [175].

Quá trình phân hủy sinh học hydrocarbon dầu thô của vi sinh vật trong nước biển nói chung diễn ra chậm vì điều kiện môi trường khắc nghiệt do độ mặn cao. Mục đích của nghiên cứu này là so sánh mùn cưa và bã chùm quả của cây cọ dầu làm giá thể để cố định vi khuẩn phân hủy hydrocarbon nhằm đẩy nhanh và cải thiện

sự phân hủy dầu thô trong nước biển. VK bám dính trên giá thể được phát hiện có thể chịu được độ mặn lên đến 3%. Trong nước biển nhân tạo, VK bám dính trên giá thể có thể phân hủy tới 83,3% dầu thô trong vòng 8 tuần nhưng khi thử nghiệm trong nước biển chỉ có thể phân hủy 47,7% dầu thô. Để cải thiện hiệu suất, việc cố định nuôi cấy các VK trên mùn cưa và bã chùm quả của cây cọ dầu đã được thực hiện thành công khi quan sát thấy sự hình thành các lớp màng sinh học dưới kính hiển vi điện tử quét. Cố định VK trên mùn cưa và bã chùm quả của cây cọ dầu khi đã hình thành màng sinh học làm tăng khả năng phân hủy sinh học dầu thô lên lần lượt là 68,7 và 62,3 % trong 8 tuần [175]. Mùn cưa có cấu trúc mê cung cung cấp diện tích bề mặt rất cao để tế bào gắn vào. Tính ưa nước cao của giá thể này có thể cản trở sự hấp phụ của các vi sinh vật phân huỷ dầu trên giá thể. Tuy nhiên, khó khăn này có thể được khắc phục bằng cách phủ mùn cưa kỵ nước không độc hại [176].

Alessandrello và cộng sự (2017) đã thử nghiệm màng sinh học hỗn hợp bao gồm Pseudomonas monteilii P26 và Gordonia sp. H19 trên giá thể mút xốp để loại bỏ dầu thô khỏi nước biển nhân tạo. Các thí nghiệm được thực hiện với quy mô thu nhỏ ở 4, 15 và 30°C. Trong thí nghiệm, Pseudomonas monteilii P26 mất khả năng sống sót. Sau 7 ngày, lượng dầu thô bị phân hủy cao nhất là 75% bởi màng sinh học do chủng Gordonia sp. H19 hình thành trên mút xốp ở 30°C [133].

Vi khuẩn hiếu khí có khả năng tạo màng sinh học và phân hủy dầu thô thuộc các chi Lysinibacillus, Brevibacillus, Bacillus, Paenibacillus, Stenotrophomonas, Alcaligenes, Delftia, Achromobacter và Pseudomonas tạo màng sinh học tạo phân hủy dầu thô đã được công bố [177, 178]. Tuy nhiên, những vi khuẩn này không quang dưỡng kỵ khí như VKTQH. VKTQH bao gồm Rhodopseudomonas palustris, Rhodoferax lên men, Rhodobacter sphaeroides, Rubrivivax gelatinosus, Rhodospirilum rubrum … có khả năng phân hủy hydrocarbon thơm [73, 75, 104]. Những VSV này đã được sử dụng để phân hủy hoặc loại bỏ các thành phần PAH trong dầu thô ở phạm vi rộng. Tuy vậy, các công bố này không đề cập đến khả năng hình thành màng sinh học của VKTQH cũng như sự phân huỷ dầu thô do sự hình thành màng sinh học của chúng. Cho đến nay, đây là nghiên cứu đầu tiên trong đó

sự phân hủy sinh học dầu thô và PAH bằng màng sinh học được hình thành bởi VKTQH trên các giá thể khác nhau như sỏi nhẹ, xơ dừa và mút xốp được công bố.

Có thể bạn quan tâm!

Xem toàn bộ 144 trang tài liệu này.

Nghiên cứu của chúng tôi là nghiên cứu đầu tiên về việc sử dụng sỏi nhẹ, xơ dừa và mút xốp để cố định VKTQH và ứng dụng trong việc phân hủy các thành phần hydrocarbon dầu mỏ. Các kết quả thu được cho thấy rằng sự bám dính của VKTQH Rhodopseudomonas sp. (DD4, DQ41 và FO2) trên bề mặt của sỏi nhẹ, xơ dừa và mút xốp hỗ trợ hiệu quả việc loại bỏ các hợp chất ô nhiễm. Nunal và cộng sự (2014) đã công bố rằng sự cố định của quần thể vi khuẩn phân hủy dầu trên bột xơ dừa và bột vỏ trấu đã làm tăng đáng kể sự sống sót của các tế bào VK, sau đó là sự tồn tại của một tổ hợp VK cao hơn làm tăng hiệu quả phân hủy các hợp chất hydrocarbon no và hydrocarbon thơm [161]. Kết quả nghiên cứu của chúng tôi đã đánh giá được hiệu suất phân hủy của các thành phần khó phân hủy trong dầu bằng phương pháp phân tích sắc ký khí.

Đặc biệt, phương pháp màng sinh học đa chủng gắn xơ dừa được chứng minh có hiệu kết quả cao trong phân hủy các thành phần hydrocarbon dầu mỏ. Những kết quả này là đóng góp mới cho khoa học về sự phân hủy dầu diesel, dầu thô, PAH bằng VKTQH và màng sinh học của chúng. Về khía cạnh ứng dụng, các kết quả thu được trong việc sử dụng màng sinh học của VKTQH trên giá thể có tiềm năng cao trong xử lý ô nhiễm dầu.

KẾT LUẬN VÀ KIẾN NGHỊ

KẾT LUẬN

1. Từ 32 chủng PNSB đã tuyển chọn được 3 chủng là DQ41, DD4 và FO2 sinh trưởng tốt trên nhiều nguồn hydrocarbon dầu mỏ và có khả năng tạo màng sinh học tốt. Các chủng này đã được định tên là Rhodopseudomonas sp. DD4 (LC318127.1), Rhodopseudomonas sp. DQ41 (LC318128.1) và Rhodopseudomonas sp. FO2 (LC318129.1). Ba chủng VKTQH DQ41, DD4 và FO2 có khả năng sinh trưởng và tạo màng sinh học tốt trong dải nhiệt độ 30- 37oC, pH 5-9 và nồng độ NaCl 1 - 2%.

2. Màng sinh học của ba chủng VKTQH đã lựa chọn sau 14 ngày có khả năng phân hủy 100% toluene (nồng độ ban đầu là 250 ppm), hiệu suất phân hủy naphthalene là 97,71; 97,23; 96,53% tương ứng với DQ41, DD4 và FO2 (nồng độ ban đầu 300 ppm), hiệu suất phân hủy pyrene của ba chủng lựa chọn khá tương đồng và đều đạt trên 99% (mức sai lệch rất nhỏ) (nồng độ ban đầu là 300 ppm).

3. Màng sinh học đa chủng VKTQH gắn trên xơ dừa cho hiệu suất phân hủy cao nhất các thành phần hydrocarbon trong dầu mỏ sau 14 ngày nuôi cấy, cụ thể:

- Hiệu suất phân hủy dầu diesel: 95% (nồng độ ban đầu là 17,2 g/l).

- Hiệu suất phân hủy n-alkane (C8-C16) trong dầu diesel: 80 - 94%.

- Hiệu suất phân hủy PAH: 91 - 96% (nồng độ ban đầu là 600 ppm).

- Hiệu suất phân hủy dầu thô: 92% tổng số dầu thô (nồng độ ban đầu là 20 g/l).

KIẾN NGHỊ

1. Tiếp tục thực hiện nghiên cứu sâu hơn để có thể dự đoán con đường phân hủy hydrocarbon dầu mỏ bằng PNSB cố định trên các giá thể.

2. Nghiên cứu chế phẩm về PNSB tạo màng sinh học gắn trên giá thể phân hủy hydrocarbon dầu mỏ để ứng dụng trong xử lý các nguồn nước ô nhiễm dầu mỏ.

DANH MỤC CÁC CÔNG TRÌNH ĐÃ CÔNG BỐ CÓ LIÊN QUAN ĐẾN LUẬN ÁN

1. Nguyễn Thị Minh Nguyệt, Đỗ Thị Liên, Cung Thị Ngọc Mai, Hoàng Phương Hà, Lê Thị Nhi Công, Hiệu suất phân hủy toluene của màng sinh học do hai chủng vi khuẩn tía quang hợp phân lập từ nước nhiễm dầu ở cảng Cầu Đá, Khánh Hòa tạo thành, Tạp chí khoa học Đại học Quốc Gia Hà Nội: Khoa học Tự nhiên và Công nghệ, 2017, 33 (2S), 71 – 76.

2. Le Thi Nhi Cong, Nguyen Thi Minh Nguyet, Vu Ngoc Huy, Nguyen Binh Hieu, Dong Văn Quyen, Phenol degradation of several biofilm-forming photosynthetic purple bacterial strains isolated in Vietnam, The 5th Academic Conference on Natural Science for Young Scientists, Master and PhD Student form Asean Countrie. 4-7 October, 2017, Dalat, Vietnam, 204-211.

3. Le Thi Nhi-Cong, Do Thi Lien, Bhaskar Sen Gupta, Cung Thi Ngoc Mai, Hoang Phuong Ha, Nguyen Thi Minh Nguyet, Tran Hoa Duan, Dong Van Quyen, Hayyiratul Fatimah Mohd Zaid, Revathy Sankaran, Pau Loke Show, Enhanced Degradation of Diesel Oil by Using Biofilms Formed by Indigenous Purple Photosynthetic Bacteria from OilContaminated Coasts of Vietnam on Different Carriers, Applied Biochemistry and Biotechnology, 2019.

4. Le Thi Nhi-Cong, Do Thi Lien, Cung Thi Ngoc Mai, Nguyen Quang Lich, Nguyen Thi Minh Nguyet, Hoang Phuong Ha, Dong Van Quyen, Show Pau Loke, Biodegradation of crude oil polluted seawater by a purple phototrophic bacterial community isolated from oil-contaminated coastal zones in Vietnam immobilized in agricultural waste-based biocarriers, Water, Air, & Soil Pollution, 2020.

5. Nguyễn Thị Minh Nguyệt, Hoàng Phương Hà, Đồng Văn Quyền, Nguyễn Ngọc Hương Trà, Lê Thị Nhi Công, Đánh giá khả năng phân hủy naphthalene và pyrene của một số chủng vi khuẩn tía quang hợp tạo màng sinh học, Tạp chí Công nghệ Sinh học, 2020, 18 (3), 561-570.

TÀI LIỆU THAM KHẢO

1. D.C. Brune, Sulfur compounds as photosynthetic electron doners, Anoxygenic Photosynthetic Bacteria, 1995, 847-870.

2. J.F. Imhoff, H.G. Trueper, Purple non-sulfur bacteria (Rhodospirillaceae Pfening and Trueper 197, 17AL), In: Staley JT BM, Pfening N, Holt JG (eds.). Bergey’ manual of Systematic Bacteriology, 1989, 3, 1438-1680, Williams and Wilkins. Bantimore.

3. M.T. Madigan, J.M. Martinko and J. Parker, Brock Biology of Microorganisms, Upper Saddle River, NJ: Prentice Hall, 9th ed, 2000.

4. F.R. Tabita, The biochemistry and metabolic regulation of carbon metabolism and CO2 fixation in purple bacteria, Anoxygenic Phototrophic Bacteria, 1995, 2, 885- 914.

5. M.T. Madigan and D.O. Jung, An overview of purple bacteria: Systematics, Physiology, and Habitats, The Purple Phototrophic Bacteria, 2009, 28, 1–15.

6. N. Pfennig, General physiology and ecology of photosynthetic bacteria, In: Clayton RK and Sistrom WR, (eds) The Photosynthetic Bacteria. Plenum Press, New York, 1978, 3-18.

7. C. Saejung & P. Salasook, Recycling of sugar industry wastewater for single-cell protein production with supplemental carotenoids, Environ. Technol., 2018, 59-70.

8. T. Bunraksa, D. Kantachote, S. Chaiprapat, The potential use of purple nonsulfur bacteria to simultaneously treat chicken slaughterhouse wastewater and obtain valuable plant growth promoting effluent and their biomass for agricultural application, Biocatalysis and Agricultural Biotechnology, 2020, 101721.

9. Y. Okubo, H. Futamata, A. Hiraishi, Characteriazation of phototrophic purple nonsulfur bacteria forming colored microbial mats in a swine wastewater ditch, Appl. Environ. Microbiol., 2006, 72 (9), 6225 - 6233.

10. J.F. Imhoff, A. Hiraishi and J. Süling, Anoxygenic phototrophic purple bacteria, In:

D.J. Brenner, N.R. Krieg and J.T. Staley, G.M. Garrity, Bergey’s Manual of Systematic Bacteriology, 2005, 2(A), 119–132, Springer, New York.

11. K.V.P. Nagashima, A. Hiraishi, K. Shimada and K. Matsuura, Horizontal transfer of genes coding for the photosynthetic reaction centers of purple bacteria, J. Mol. Evol., 1997, 45 (2), 131–136.

12. J.F. Imhoff and M.T. Madigan, International Committee on Systematics of Prokaryotes Subcommitteee on the taxonomy of phototrophic bacteria, Minutes of the meetings, 27 August 2003, Tokyo, Japan, Int. J. Syst. Evol. Microbiol., 2004, 54, 1001–1003.

13. M.T. Madigan, Anoxygenic phototrophic bacteria from extreme environments, Photosynth. Res., 2003, 76 (1), 157-171.

14. R.A. Niederman, Development and dynamics of the photosynthetic apparatus in purple phototrophic bacteria, BBA-Bioenergetics, 2016, 1857 (3), 232-246.

15. S. Bahatyrova, R.N. Frese, C.A. Siebert, J.D. Olsen, K.O. Van Der Werf, R. Van Grondelle, R.A. Niederman, P.A. Bullough, C. Otto & C.N. Hunter, The native architecture of a photosynthetic membrane, Nature, 2004, 430 (7003), 1058-1062.

16. X. Hu, T. Ritz, A. Damjanović, F. Autenrieth and K. Schulten, Photosynthetic apparatus of purple bacteria Published, Quarterly Reviews of Biophysics, 2002, 35 (1), 1-62.

17. Nguyễn Lân Dũng, Nguyễn Đình Quyền, Phạm Văn Ty, Vi sinh vật học, NXB Giáo Dục, 2009, Hà Nội.

18. X. Liu, L. Huang, C. Rensing, J. Ye, K.H. Nealson, S. Zhou, Syntrophic interspecies electron transfer drives carbon fixation and growth by Rhodopseudomonas palustris under dark, anoxic conditions, Sci. Adv., 2021, 7 (27), eabh1852.

19. J. F. Imhoff, T. Rahn, S. Künzel & S. C. Neulinger, New insights into the metabolic potential of the phototrophic purple bacterium Rhodopila globiformis DSM 161T from its draft genome sequence and evidence for a vanadium-dependent nitrogenase, Arch. Microbiol., 2018, 200, 847–857.

20. E. Petushkova, S. Iuzhakov & A. Tsygankov, Differences in possible TCA cycle replenishing pathways in purple non-sulfur bacteria possessing glyoxylate pathway, Photosynth. Res., 2019, 139 (1), 523–537.

21. E.P. Petushkova & A.A. Tsygankov, Acetate metabolism in the purple non-sulfur bacterium Rhodobacter capsulatus, Biochemistry (Moscow), 2017, 82 (5), 587-605.

22. J.C. Willison, Pyruvate and acetate metabolism in the photosynthetic bacterium Rhodobacter capsulatus, Microbiology, 1988, 134 (9), 2429-2439.

23. G. Schon, H. Voelskow, Pyruvate fermentation in Rhodospirillum rubrum after transfer from aerobic to anaerobic conditons in the dark, Arch. Microbiol., 1976,

107 (1), 82-92.

24. M.T. Madigan, Microbiology, physiology and ecology of phototrophic bacteria, Biology of anaerobic microorganisms, 1988, 39-111.

25. C.S. Harwood and J. Gibson, Anaerobic and aerobic metabolism of diverse aromatic compounds by the photosynthetic bacterium Rhodopseudomonas palustris”, Appl. Environ. Microbiol., 1988, 54 (3), 712-717.

26. W. Reineke, Aerobic and anaerobic diodegradation potentials of microorganisms,

Biodegradation and Persistence, 2001, 2, 1-161, Springer, Berlin, Heidelberg.

27. R.C. Prince, The microbiology of marine oil spill bioremediation, Petroleum microbiology, 2005, 317-335.

28. B. Milton, Petroleum crude oil, www.eoearth.org, 2011.

29. L. Camus, M.G.D. Smit, Environmental effects of Arctic oil spills and spill response technologies, introduction to a 5 year joint industry effort, Mar. Environ. Res., 2019, 144, 250-254.

30. A. Kuzhaeva, I. Berlinskii, Effects of oil pollution on the environment, International Multidisciplinary Scientific GeoConference: SGEM, Sofia, 2018, 18 (5.1), 313-319.

31. L. Ayer, C. Engel, A. Parker, R. Seelam, R. Ramchand, Behavioral Health of Gulf Coast Residents 6 Years After the Deepwater Horizon Oil Spill: The Role of Trauma History, Disaster Medicine and Public Health Preparedness, 2019, 13(3), 497-503.

32. Z. Zhou, X. Li, L. Chen, B. Li, C. Wang, J. Guo, P. Shi, L. Yang, B. Liu, B. Song, Effects of diesel oil spill on macrobenthic assemblages at the intertidal zone: A mesocosm experiment in situ, Mar. Environ. Res., 2019, 152, 104823.

33. Y. J. Huang, Z.B. Jiang, J.N. Zeng, Q.Z. Chen, Y. Zhao, Y. Liao, L. Shou & X. Xu, The chronic effects of oil pollution on marine phytoplankton in a subtropical bay, China, Environ. Monit. Assess., 2011, 176, 517–530.

34. E. J. Buskey, H.K. White and A.J. Esbaugh, Impact of Oil Spills on Marine Life in the Gulf of Mexico, Oceanography, 2016, 29 (3), 174-181.

35. S. Croisant, J. Sullivan, Studying the Human Health and Ecological Impacts of the Deepwater Horizon Oil Spill Disaster (Part 2): introduction to this special issue of new solutions, NEW SOLUTIONS: J. Environ. Occup. Health Policy, 2019, 28(4), 563-569.